W 1981 r. Trams i wsp. odkryli grupę pęcherzykowatych struktur o średnicach 40–1000 nm metodą transmisyjnej mikroskopii elektronowej [1]. W późniejszych latach Johnstone i wsp. zidentyfikowali strukturę przypominającą pęcherzyki w procesie dojrzewania retikulocytów i wyizolowali związane z błoną komórkową pęcherzyki z retikulocytów we krwi owiec. Wtedy po raz pierwszy owe pęcherzykowate struktury nazwano „egzosomami” [2,3].
Jednak odkryciu temu nie poświęcono wiele uwagi, sądząc, że są one tylko produktami odpadowymi dojrzewania krwinek czerwonych. Dopiero w ciągu ostatnich lat scharakteryzowano struktury te jako pozakomórkowe pęcherzyki uwalniane w wyniku egzocytozy, po fuzji błony komórkowej z wewnątrzkomórkowymi ciałami wielopęcherzykowymi (MVB) [4,5]. Egzosomy są obecne we wszystkich płynach ustrojowych i tkankach, w tym we krwi [6], moczu [7], mleku matki [8], płynie owodniowym/maziowym [9], ślinie [10] oraz tkance tłuszczowej [11]. Ponieważ odkrywa się i opisuje kolejne typy pęcherzyków zewnątrzkomórkowych, definicja egzosomu stale ewoluuje [12–14].
Egzosomy – inaczej pęcherzyki pozakomórkowe (ang. extracellular vesicles – EV) uwalniane są przez prawie wszystkie komórki eukariotyczne [15]. Na ogół ich wielkość mieści się w zakresie od 30 nm do 200 nm. Dwie inne subpopulacje EV to mikropęcherzyki (100–1000 nm) i ciałka apoptotyczne (500–2000 nm) [15–17]. Egzosomy biorą udział w komunikacji międzykomórkowej. Za ich pośrednictwem komórki–dawcy przenoszą substancje egzogenne (białka, mRNA, miRNA i lipidy) do komórek-biorców. Te naturalne nanonośniki zostały wykorzystane w celu dostarczania leków [18], a w porównaniu z syntetycznymi nośnikami egzosomy wyizolowane z komórek własnych pacjenta charakteryzują się wyższą biozgodnością i niższą toksycznością [16].
Egzosomy mogą przenikać do tkanek, dyfundować do krwi, a nawet przekraczać barierę krew-mózg (BBB), co stwarza szansę ich zastosowania w leczeniu chorób dotyczących tkanki nerwowej [19]. Nie będzie przesadą stwierdzenie, że jesteśmy u zarania ery egzosomów. W latach 2018–2019 w bazie PubMed pojawiło się ponad trzy tysiące publikacji na temat EV i tematów z nimi związanych – obecnie liczba ta sięga 26 tys. i stale rośnie. Wydaje się, że egzosomy pochodzące z komórek macierzystych mają obiecujący potencjał terapeutyczny w wielu jednostkach chorobowych [18]. Mechanizm działania terapeutycznego komórek macierzystych polega głównie na efekcie parakrynnym, w którym pośredniczą czynniki wydzielane z tych komórek [20], a w tym procesie główną rolę odgrywają egzosomy [19,21,22]. Mezenchymalne komórki macierzyste/zrębowe (MSC) są najbardziej preferowanym źródłem terapeutycznych egzosomów, ponieważ same MSC wydają się bezpieczne, jak wynika z ogromnej ilości danych klinicznych z ostatnich lat [18]. Ponadto egzosomy pochodzące z MSC (egzosomy MSC) można sterylizować w procesach obróbki laboratoryjnej i wytwarzać jako gotowy produkt, natomiast w odniesieniu do samych komórek MSC nie ma takiej możliwości. Uważa się też, że egzosomy MSC są wolne od problemów związanych z bezpieczeństwem, takich jak np. możliwe działanie onkogenne przy zastosowaniu terapii komórkowych [23,24]. Dzięki takim cechom egzosomy z MSC mogą stać się alternatywą dla komórek MSC w nowych bezkomórkowych strategiach terapeutycznych w leczeniu różnych chorób, w tym neurologicznych, sercowo-naczyniowych, autoimmunologicznych, chorób nerek, układu mięśniowo-szkieletowego, wątroby, układu oddechowego, oczu i skóry, a także chorób nowotworowych [18–20,25].
MSC mają zarówno zdolność samoodnawiania (same mogą generować więcej MSC), jak i potencjał różnicowania w inne typy komórek [26]. MSC można uzyskać z szeregu tkanek i płynów ustrojowych takich jak tkanka tłuszczowa, szpik kostny (BM), miazga zębowa, płyn maziowy (SF), płyn owodniowy (AF), łożysko (PL), pępowina (UC), krew pępowinowa (UCB) i galareta Whartona (WJ) [27]. MSC mogą również pochodzić z embrionalnych komórek macierzystych (ESC) lub indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC) [28–30]. MSC, w zależności od pochodzenia, mogą różnicować się w poszczególne typy komórek, w tym adipocyty, chondrocyty, osteoblasty i miocyty [28]. Ponadto MSC mają właściwości immunomodulujące w stosunku do regulowania funkcji różnych komórek zaangażowanych w odpowiedź immunologiczną, takich jak komórki dendrytyczne (DC), limfocyty, makrofagi, komórki tuczne, neutrofile i komórki NK [27]. W opublikowanych badaniach przedklinicznych egzosomy izolowano z różnych tkanek/ komórek z następującą częstością: szpik kostny – BM (51%), tkanki pępowiny/łożyska (23%), tkanka tłuszczowa (13%), pochodzące z ESC lub iPSC (8%) i inne (5%) [31]. Ponieważ cechy i funkcjonalność MSC zależą od ich pochodzenia, oczywiste jest, że egzosomy różnią się w zależności od tkanki pochodzenia. Jednak badania porównawcze egzosomów MSC według ich pochodzenia tkankowego są nadal ograniczone i tylko kilka prac porównuje różne typy egzosomów [32–37]. Egzosomy ASC, pochodzące z ludzkiej tkanki tłuszczowej, wykazywały wyższą aktywność neprylizyny, enzymu degradującego peptyd amyloidu β (Aβ) w mózgu, niż egzosomy z ludzkiego szpiku kostnego (BM-MSC), co może sugerować potencjalne zastosowanie terapeutyczne egzosomów ASC w chorobie Alzheimera [37]. Ludzkie egzosomy ze szpiku kostnego (BM- -MSC-EV) i pochodzące z galarety Whartona (WJ-MSC-EV) zmniejszały proliferację komórek oraz indukowały apoptozę w komórkach glejaka, podczas gdy pochodzące z tkanki tłuszczowej (ASC-EV) zwiększały proliferację komórek i nie miały działania apoptotycznego [32].
Badania pokazały, że egzosomy MSC z ludzkiej krwi menstruacyjnej (MenSC) i egzosomy BM-MSC promowały wzrost neurytów zarówno w neuronach korowych, jak i czuciowych, podczas gdy egzosomy MSC z ludzkiej kosmówki i egzosomy UC-MSC nie dawały takiego efektu. Sugeruje to, że odpowiedni dobór źródeł MSC i egzosomów może być istotny i konieczny w leczeniu różnego typu chorób [32]. Egzosomy pochodzące z ludzkich iPSC (iMSC) oraz egzosomy z MSC błony maziowej (SM-MSC) znacząco zmniejszały zapalenie kości i stawów w modelu mysim, lecz egzosomy iMSC miały lepszy ogólny efekt terapeutyczny w porównaniu z egzosomami z SM-MSC [34].
Z kolei badanie porównujące MSC psów wykazało, że BM-MSC uwalniały wyższy poziom egzosomów niż ASC [35], a MSC z ludzkiego płynu owodniowego (AF-MSC) uwolniły większą ilość egzosomów niż BM-MSC [36]. Trudno jednak bezpośrednio porównać wyniki między powyższymi badaniami, ponieważ nie przeprowadzono ich przy użyciu porównywalnych metod izolacji, charakteryzacji i oceny skuteczności egzosomów. Ponadto istotnym wyzwaniem pozostają różnice wynikające z pobrania tkanek od różnych dawców lub z użytej metody przygotowania i opracowania MSC [38,39]. Dlatego sugeruje się, że egzosomy z MSC mogą wykazywać różne właściwości i skuteczność w zależności od pochodzenia, i są to czynniki, które powinny być brane pod uwagę w konkretnych zastosowaniach klinicznych.
Przeczytaj kolejną część artykułu, KLIKNIJ TUTAJ.
Źródło: Medycyna funkcjonalna i estetyka lekarska, 2(14)/2023/vol. 3 | ISSN 2719-9231
Dr n. med Lidia Majewska jest właścicielką krakowskiej kliniki medycyny estetycznej ESME Clinic. Posiada wieloletnie doświadczenie w praktyce zabiegowej oraz tworzeniu kompleksowych terapii estetycznych. Ukończyła Collegium Medicum Uniwersytetu Jagiellońskiego, Podyplomową Szkołę Medycyny Estetycznej Polskiego Towarzystwa Lekarskiego, a także studia podyplomowe z zakresu medycyny estetycznej w Krakowskiej Wyższej Szkole Promocji Zdrowia. Jest członkiem Polskiego Towarzystwa Medycyny Estetycznej i Anti-Aging oraz uczestnikiem International Master Course on Aging Skin.
Esme Clinic
Lwowska 1/16, 30-548 Kraków
Piśmiennictwo/References:
1. Trams E.G., Lauter C.J., Salem J.N., Heine U.: Exfoliation of membrane ecto-enzymes in the form of micro- -vesicles. Biochim Biophys Acta, 1981, 645: 63–70.
2. Johnstone R.M., Adam M., Hammond J., Orr L., Turbide C.: Vesicle formation during reticulocyte maturation. Association of plasma membrane activities with released vesicles (exosomes). J Biol Chem, 1987, 262: 9412–9420.
3. Johnstone R.M.: Revisiting the road to the discovery of exosomes. Blood Cells Mol Dis., 2005, 34: 214–219.
4. Kalluri R., LeBleu V.S.: The biology, function, and biomedical applications of exosomes. Science, 2020, 367.
5. Jeppesen D.K., Fenix A.M., Franklin J.L., Higginbotham J.N., Zhang Q., Zimmerman L.J. i in.: Reassessment of Exosome Composition. Cell, 2019, 177: 428–445.
6. Caby M.-P., Lankar D., Vincendeau-Scherrer C., Raposo G., Bonnerot C.: Exosomal-like vesicles are present in human blood plasma. Int Immuno, 2005, 17: 879–887.
7. Pisitkun T., Shen R.-F., Knepper M.A.: Identification and proteomic profiling of exosomes in human urine. Proc Natl Acad Sci USA, 2004, 101: 13368–13373.
8. Admyre C., Johansson S.M., Qazi K.R., Filén J.-J., Lahesmaa R., Norman M. i in.: Exosomes with immune modulatory features are present in human breast milk. J Immunol, 2007, 179: 1969–1978.
9. Keller S., Ridinger J., Rupp A.-K., Janssen J.W., Altevogt P.: Body fluid derived exosomes as a novel template for clinical diagnostics. J Transl Med, 2011, 9: 86.
10. Ogawa Y., Miura Y., Harazono A., Kanai-Azuma M., Akimoto Y., Kawakami H. i in.: Proteomic analysis of two types of exosomes in human whole saliva. Biol Pharm Bull, 2011, 34: 13–23.
11. Zhang Y., Yu M., Tian W.: Physiological and pathological impact of exosomes of adipose tissue. Cell Prolif, 2016, 49: 3–13.
12. Witwer K.W., Théry C.: Extracellular vesicles or exosomes? On primacy, precision, and popularity influencing a choice of nomenclature. J Extracell Vesicles, 2019, 8: 1648167.
13. Cunnane E.M., Weinbaum J.S., O’Brien F.J., Dorp D.A.: Future perspective on the role of stem cells and extracellular vesicles in vascular tissue regeneration. Front. Cardiovasc. Med, 2018, 5: 86.
14. Wang Y., Wang Q., Wei X., Shao J., Zhao J., Zhang Z. i in.: Global scientific trends on exosome research during 2007–2016: A bibliometric analysis. Oncotarget, 2017, 8: 48460–48470.
15. Deatherage B.L., Cookson B.T.: Membrane vesicle release in bacterial, eukaryotes, and archeas: A conserved yet underappreciated aspect of microbial life. Infect Immun, 2012, 80: 1948–1957.
16. Koniusz S., Andrzejewska A., Muraca M., Srivastava A.K., Janowski M., Łukomska B.: Extracellular vesicels in physiology, pathology, and therapy of the immune and central nervous system, with focus on extracellular vesicles derived from mesenchymal stem cells as therapeutic tools. Front Cell Neurosci, 2016, 10: 109.
17. Corso G., Mager I., Lee Y., Gorgens A., Bultema J., Giebel B. i in.: Reproducible and scalable purification of extracellular vesicles using combined bind-elute and size exclusion chromatography. Sci Rep, 2017, 7: 11561.
18. Han C., Sun X., Liu L., Jiang H., Shen Y., Xu X. i in.: Exosomes and their therapeutic potentials of stem cells. Stem Cells Int, 2016, 2016: 7653489.
19. Phinney D.G., Pittenger M.F.: Concise review: MSC-derived exosomes for cell-free therapy. Stem Cells, 2017, 35: 851–858.
20. Timmers L., Lim S.K., Arslan F., Armstrong J.S., Hoefer I.E., Doevendans P.A. i in.: Reduction of myocardial infarct size by human mesenchymal stem cell conditioned medium. Stem Cell Res, 2008, 1: 129–137.
21. Liang X., Ding Y., Zhang Y., Tse H.F., Lian Q.: Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cell-based therapy: Current status and perspective. Cell Transplant, 2014, 23: 1045–1059.
22. Lai R.C., Arslan F., Lee M.M., Sze N.S.K., Choo A., Chen T.S. i in.: Exosome secreted by MSC reduces myocardial ischemia/reperfusion injury. Stem Cell Res, 2010, 4: 214–222.
23. Lou G., Chen Z., Zheng M., Liu Y.: Mesenchymal stem cell-derived exosomes as a new therapeutic strategy for liver diseases. Exp Mol Med, 2017, 49: e346.
24. Cho B.S., Kim J.O., Ha D.H., Yi Y.W.: Exosomes derived from human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells alleviate atopic dermatitis. Stem Cell Res Ther, 2018, 9: 187.
25. Nooshabadi V.T., Mardpour S., Yousefi-Ahmadipour A., Allahverdi A., Izadpanah M., Daneshimehr F. i in.: The extracellular vesicles-derived from mesenchymal stromal cells: A new therapeutic option in regenerative medicine. J Cell Biochem, 2018, 119: 8048–8073.
26. Phinney D.G., Prockop D.J.: Concise review: Mesenchymal stem/multipotent stromal cells: The state of transdifferentiation and modes of tissue repair-current views. Stem Cells, 2007, 25: 2896–2902.
27. Andrzejewska A., Łukomska B., Janowski M.: Concise review, mesenchymal stem cells, from roots to boost. Stem Cells, 2019, 37: 855–864.
28. Barberi T., Willis L.M., Socci N.D., Studer L.: Derivation of multipotent mesenchymal
precursors from human embryonic stem cells. PLoS Med, 2005, 2: e161.
29. Trivedi P., Hematti P.: Derivation and immunological characterization of mesenchymal stromal cells from human embryonic stem cells. Exp Hematol, 2008, 36: 350–359.
30. Sabapathy V., Kumar S.: hiPSC-derived iMSCs, NextGen MSCs as an advanced therapeutically active cell resource for regenerative medicine. J Cell Mol Med, 2016, 20: 1571–1588.
31. Elahi F.M., Farwell D.G., Nolta J.A., Anderson J.D.: Preclinical translation of exosomes derived from mesenchymal stem/stromal cells. Stem Cells, 2020, 38(1): 15-21.
32. Del Fattore A., Luciano R., Saracino R., Battafarano G., Rizzo C., Pascucci L. i in.: Differential effects of extra- cellular vesicles secreted by mesenchymal stem cells from different sources on glioblastoma cells. Expert Opin Biol Ther, 2015, 15: 495–504.
33. Lopez-Verrilli M.A., Caviedes A., Cabrera A., Sandoval S., Wyneken U., Khoury M.:
Mesenchymal stem cell-derived exosomes from different sources selectively promote neuritic outgrowth. Neuroscience, 2016, 21: 129–139.
34. Zhu Y., Wang Y., Zhao B., Niu X., Hu B., Li Q. i in.: Comparison of exosomes secreted by induced pluripotent stem cell-derived mesenchymal stem cells and synovial membrane-derived mesenchymal stem cells for the treatment of osteoarthritis. Stem Cell Res Ther, 2017, 8: 64.
35. Villatoro A.J., Alcoholado C., Martín-Astorga M.C., Fernández V., Cifuentes M., Becerra J.: Comparative analysis and characterization of soluble factors and exosomes from cultured adipose tissue and bone marrow mesenchymal stem cells in canine species. Vet Immunol Immunopathol, 2019, 208: 6–15.
36. Tracy S.A., Ahmed A., Tigges J.C., Ericsson M., Pal A.K., Zurakowski D. i in.: A comparison of clinically relevant sources of mesenchymal stem cell-derived exosomes, bone marrow and amniotic fluid. J Pediatr Surg, 2019, 54: 86–90.
37. Katsuda T., Tsuchiya R., Kosaka N., Yoshioka Y., Takagaki K., Oki K. i in.: Human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells secrete functional neprilysin-bound exosomes. Sci Rep, 2013, 3: 1197.
38. Willis G.R., Mitsialis S.A., Kourembanas S.: “Good things come in small packages”: Application of exosome-based therapeutics in neonatal lung injury. Pediat Res, 2018, 83: 298–307.
39. Pachler K., Ketteri N., Desgeorges A., Dunai Z.A., Laner-Plamberger S., Streif D. i in.: An in vitro potency assay for monitoring the immunomodulatory potential of stromal cell-derived extracellular vesicles. Int J Mol Sci, 2017, 18: 1413.